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Asiento asignado por el Registro Nacional de Asociaciones Español: Grupo 1º, Sección 1ª, Numero 600121 - NIF: G76556646 ...

Manual para la Recolección de semillas


EN OBRAS

Indice
Síntesis de recomendaciones generales
1 Introducción
1.1 General
1.2 Comentarios relevantes – permisos de recolección y uso de las semillas
2 Planificación de campañas de recolección
2.1 Permisos y autorizaciones
2.2 Objetivos
2.3 Recopilación de información de las especies a recolectar
2.4 Logística previa a la salida de recolección
3 Muestreo
3.1 Número de poblaciones a recolectar
3.2 Selección de poblaciones (localidades de recolección
3.3 Número mínimo de plantas que deben ser muestreadas0
3.4 Número de semillas por individuo y cantidad total de semillas en la muestra
3.5 Método de muestreo
4 Técnicas de recolección de semillas
4.1 Comentarios generales
4.2 Comprobación del estado de madurez de las semillas
4.3 Técnicas de recolección\ 5 Identificación de la planta y documentación
5.1 Ficha de recolección
5.2 Registro de la localidad
5.3 Identificación del espécimen/verificación
5.4 Muestras de suelo
6 Tratamiento de las muestras tras la recolección

Anexo 1 Ficha de recolección
Anexo 2 Códigos aplicados en la ficha de recolección
Anexo 3 Listado del equipo de campo
Anexo 4 Síntesis de las recomendaciones de muestreo
Anexo 5 Guia del número de semillas que se requieren en la recolección


Síntesis de recomendaciones generales

  • Todas las recolecciones se deben realizar legalmente (sección 2.1).
  • Las campañas de recolección se deben preparar cuidadosamente (sección 2).
  • En ausencia de un criterio mejor, un planteamiento inicial podría ser muestrear cinco poblaciones a través del rango geográfico de extensión del taxon, considerando la variación ecológica de las mismas (secciones 3.1 y 3.2).
  • Intentar recolectar al menos 50 plantas, preferiblemente 200, por población. Aunque esta recomendación se modificará en base a las circunstancias locales (sección 3.3).
  • Es conveniente no recolectar más del 20% del total de semillas maduras disponibles (sección 3.4).
  • Intentar recolectar un mínimo de 5000 semillas por accesión (sección 3.4).
  • El muestreo debe ser tan aleatorio como sea posible, pero en poblaciones grandes con ambiente uniforme, a menudo es más práctico recolectar de una manera más sistemática, muestreando a intervalos regulares a lo largo de un transecto (sección 3.5).
  • Procurar una representación homogénea de los diversos genotipos maternos en la muestra de semillas recolectadas (sección 3.5).
  • Si el número de plantas muestreadas es menor de 20, mantener las semillas de diferentes individuos separadas. Esto maximizará la contribución de los distintos genotipos maternos en programas de regeneración (sección 3.5).
  • Comprobar la existencia de semillas vacías o inmaduras antes de recolectar, incluso si las semillas son morfológicamente normales (secciones 4.1 y 4.2).
  • Recolectar semillas en bolsas de tela o en papel no satinado. Elegir las bolsas cuidadosamente (sección 4.1).
  • Poner los frutos carnosos en bolsas de plástico, manteniendo las bolsas abiertas y permitiendo una aireación suficiente (sección 4.3c).
  • Seleccionar las técnicas apropiadas de recolección de acuerdo a las especies (sección 4.3).
  • Las semillas sin datos de referencia no tienen prácticamente utilidad y por tanto debemos registrar información completa para cada accesión de semillas (sección 5.1 y Anexo 1).
  • Es particularmente importante que los datos registrados sean tan objetivos como sea posible y que sean de fácil comprensión en el futuro (sección 5.1).
  • Es importante registrar la localización de la recolección usando un mapa o un Sistema de Posicionamiento Geográfico (GPS) (sección 5.2).
  • La recolección de pliegos de herbario antes o durante la recolección de semillas permite la verificación de la identificación realizada por los recolectores (sección 5.3).
  • Si el transporte hasta el banco de semillas requiere varios días, se aconseja desecar las semillas con gel de sílice, arroz seco o carbón vegetal, en el interior de bolsas de plástico selladas. Esto es particularmente importante si la media de humedad relativa ambiente (o el equilibrio de humedad relativa de las semillas determinado mediante un higrómetro) es mayor del 50% (sección 6).


En resumen:

  • Asegurar el futuro de las poblaciones vegetales es nuestro primer objetivo.
  • Siempre debemos utilizar el sentido común.
  • Es conveniente documentar los pasos que seguimos.
  • Los muestreos raramente son perfectos, por tanto se debe considerar cual es la variación genética realmente representada en la muestra recolectada.


1 INTRODUCCION
1.1 General
La biodiversidad global, incluyendo la diversidad de las plantas silvestres, es de un valor ecológico, económico y cultural inestimable. Se ha producido una pérdida significativa de biodiversidad durante las décadas recientes. La erosion genética está situando muchas especies en riesgo de extinción. Una clave para reducir esta erosión es la conservación de especies vegetales donde crecen (conservación in situ). Sin embargo, la conservación de plantas fuera de sus hábitats naturales (conservación ex situ) también tiene un rol importante para asegurar su supervivencia. Esto es reconocido en la Convención sobre Diversidad Biológica (CBD, ver http://www.cbd.int) la Estrategia global para la Conservación de Plantas (GSPC, ver http://www.cbd.int/gspc/) y la Estrategia global para la Conservación de Plantas (ESPC, ver http://www.plantaeuropa.org/pe-EPCS-what_it_is.htm). En este manual, perfilaremos técnicas de recolección de semillas para conservación ex situ de plantas silvestres europeas.

La meta fundamental de la recolección de semillas por los miembros de DEMETER es la conservación a largo plazo en bancos de semillas, de muestras representativas de la diversidad genética en las poblaciones europeas de plantas con semillas (con prioridad para aquellas que están más amenazadas). Estas muestras pueden ser empleadas posteriormente en investigación, realización de pruebas, reintroducción, refuerzo de poblaciones debilitadas y restauración de hábitats. Muchas de estas poblaciones están amenazadas por uno de los múltiples factores como son la conversión del suelo, el cambio climático y la contaminación atmosférica.

Los métodos incluidos en este manual de recolección deben ser de aplicación amplia (incluso fuera de Europa), con adaptaciones según necesidad a las circunstancias locales. Donde se conozca bien la biología de la especie, los métodos pueden ser más sofisticados. La calidad de la recolección de semillas depende sobre todo de la experiencia del recolector, las circunstancias de la recolección en el lugar en el día de recolección, y el conocimiento disponible. Esta guía ayuda a tratar esto último. Sin embargo, en última instancia, la recolección de semillas es el arte de lo posible.
Resumen de los etapas básicas de la conservación de semillas de una población objetivo y las consideraciones genéticas asociadas

A = Muestreo; B = Transferencia al banco; C = Almacenamiento; D = Muestreo. A y B son tratados en este manual. C y D serán tratados en el manual de protocolos de conservación de ENSCONET
A B
C
Población en D la naturaleza
Muestra Muestra en el banco de semillas
Muestra empleada
Máxima representación genética de la población sin dañarla
Mínima pérdida de material al incorporarlo al banco
Mínima pérdida en el banco
Máxima representación genética de la población original

Este manual se basa en un gran número de textos, entre ellos Falk & Holsinger (1991), Guarino, et al. (1995), Hawkes et al. (2000) and Smith et al. (2003). A ellos también se recurren en otros manuales como Bacchetta, G. et al. (2006) así como en manuales de varios miembros de ENSCONET como RBG Kew’s Millennium Seed Bank Project (ver http://www.kew.org/msbp/scitech/publications/fieldmanual.pdf y http://www.inia.cl/recursosgeneticos/bancobase/semillasnativas/Documentos/m_sem.pdf).
Es importante anotar que entre las especies silvestres a menudo se produce una heterogeneidad genética y fisiológica. Además, hay un conocimiento limitado sobre sus sistemas de reproducción y maduración de sus semillas. Consecuentemente, la recolección de semillas de especies silvestres plantea un desafío mayor que en el caso de cultivos uniformes sobre los que se ha escrito más. Téngase en cuenta que gran parte de la terminología empleada en este documento se describe en las publicaciones mencionadas anteriormente y en el Elsevier’s Dictionary of Plant Genetic Resources (1991).

1.2 Comentarios relevantes – Permisos de recolección y uso de las semillas
La recolección de semillas es un procedimiento científico bien definido, ampliamente usado para la conservación ex situ de recursos genéticos vegetales. Sin embargo, la recolección de semillas sin autorización, y por tanto ilegal, por ejemplo por el público en general, puede dañar y amenazar las poblaciones de especies nativas (ver sección 2.1).

La población debe conocer que la recolección de semillas y su posterior dispersión en cualquier otro emplazamiento pueden introducir genes ‘extraños’ en una población próxima a esta especie.
Esto puede debilitar la diversidad genética y afectar a su viabilidad futura. De manera similar, debe ser consciente que introducir una especie en un área nueva puede convertirse en una plaga o producir hibridación con especies próximas produciendo una una pérdida de integridad genética de la población afectada. Por lo tanto, las plantas solo deberían ser devueltas a la naturaleza con visto bueno de las autoridades gubernamentales competentes.

Figura 1 Linaria alpina en los Alpes. (© Univ. de Pavia)
2 PLANIFICACIÓN DE CAMPAÑAS DE RECOLECCIÓN 2.1 Permisos y autorizaciones Todas las recolecciones deben realizarse de manera legal. Cualquier persona interesada en recolectar semillas debería:

  • Contactar con un instituto responsable de la recolección de semillas de especies autoctonas para recibir orientación antes de recolectar cualquier muestra. Para encontrar el instituto adecuado en su país visite la web de ENSCONET (http://www.ensconet.eu) o los puntos nacionales del CBD (visite http://www.cbd.int/information/nfp.shtml). El coordinador de ENSCONET (detalles en la web de ENSCONET) puede aconsejar. Los Recolectores pueden encontrar información útil para referirse al Código de Conducta Internacional para la Recolección y Transferencia de Germoplasma Vegetal de la FAO (http://www.fao.org/ag/agp/agps/PGR/icc/icce.htm).
  • Obtener permisos del propietario/gerente del lugar/autoridades del parque nacional y, en el caso de especies protegidas, las autoridades gubernamentales correspondientes. Cuando sea posible, obtener los permisos (licencias) antes de salir. Los permisos deberían cubrir la recolección de semillas, la obtención de un espécimen para herbario, etc de un ámplio rango de especies (incluyendo aquellas que sean objetivo) en la medida de lo posible (sección 2.2). La obtención de permisos puede llevar tiempo. Al final del viaje, recuerda enviar a las autoridades y propietarios un acta de las actividades de recolección realizadas.
  • Comprobar que las especies objetivo de la recolección no están listadas bajo acuerdos internacionales o directivas que les den un estatus especial.

Destacar particularmente:


Contactar con las autoridades nacionales sobre sanidad vegetal si las semillas deben moverse entre países de la EU y otros países.

2.2 Objetivos
En la mayoría de casos en Europa, las campañas de recolección tienen como objetivo realizar un buen registro de las poblaciones de especies que son objeto de planes de conservación locales, nacionales o regionales (ver por ejemplo planes nacionales de acción como el que se lleva a cabo en UK, http://www.ukbap.org.uk/, y el objetivo de ENSCONET – en desarrollo desde Septiembre de 2008). Ver la sección 3.2 y Maxted & Guarino (2003) para recibir consejo sobre la selección de poblaciones a muestrear. Intente y complete la mayor parte del viaje, sin embargo, puede incluir objetivos secundarios que sean menos precisos y dependientes de las oportunidades que se presenten. En las localidades más aisladas, no puedes volver a visitar durante un largo periodo y deberías aprovechar la oportunidad de recolectar material inusual que no tengas marcado como objetivo. Deberías solicitar permisos de recolección que cubran tantos táxones potenciales como sea posible.

2.3 Recopilación de información sobre las especies a recolectar
Revisa las floras locales y regionales, catálogos florísticos, bases de datos y monografías con el objetivo de encontrar descripciones detalladas e información sobre cómo diferenciar entre táxones próximos. Flora Europaea (ahora disponible en CD) es la referencia primaria para las especies europeas.
Otras páginas web recomendables incluyen:


Los centros con recursos de herbario y genéticos son fuentes útiles para obtener información precisa sobre localidades y fenología (periodo de floración/maduración). Sin embargo el recolector debe recordar que los datos fenológicos deben ser verificados a partir de diferentes fuentes de información, especialmente cuando los datos son antiguos. Además muchos especímenes de herbario son recolectados durante su periodo de floración, que no debe tomarse como periodo de fructificación, aunque puede servir para realizar una estimación. Por ejemplo, en el caso de las especies herbáceas del NO de Europa, el incremento de 1.5-2 meses desde el periodo de floración resulta una guía útil para aproximar el intervalo entre el máximo de floración y el máximo de fructificación (Anexo 3). Sin embargo, el recolector debe estar prevenido sobre posibles desviaciones de 1 ó 2 semanas en los periodos de máxima de floración o maduración de semillas, esta circunstancia se da fundamentalmente en el Mediterráneo, debido a la variabilidad interanual en el clima. Esto debe ser particularmente importante para especies con período de dispersión corto y que además se produce de manera sincrónica.
Los recolectores además necesitan reunir información sobre las particularidades anteriormente mencionadas como son las características biológicas de las especies que se pretenden recolectar, así como su sistema de reproducción, incluyendo la apomixis (ver por ejemplo Fryxell (1957) y destacar que RBG Kew está desarrollando una base de datos sobre este aspecto), niveles de ploidia y estrategias de dispersión de semillas (sección 3). La información sobre supuestas enfermedades o parásitos que pueden afectar a las especies de interés es también útil. Los recolectores deberían también comprobar que las especies a recolectar son tolerantes a la desecación, y por tanto es factible la conservación a largo plazo en el banco de semillas. Una referencia es el Seed Information Database manager de RGB Kew (http://www.kew.org/data/sid/). En general, las semillas grandes, de frutos carnosos, con una cubierta seminal tenue, procedentes de árboles perennes longevos, son con frecuencia recalcitrantes. Los especialistas locales pueden también aportar información extra.
Podemos encontrar diferencias significativas en la información disponible sobre la distribución geográfica y poblaciones conocidas para las diferentes especies. Habitualmente los botánicos locales y ecólogos vegetales tienen un conocimiento más preciso. En ausencia de información suficiente, existen fuentes no específicas de las que también se puede extraer información útil para su localización. Estas incluyen proyectos de monitorización (para especies raras), listados eco-geográficos (ocasionalmente disponible), inventarios (nacionales y de áreas más pequeñas), muestras de herbario (ofrecen una perspectiva histórica de la distribución), informes corológicos en revistas científicas y mapas de distribución en floras. Algunos mapas muestran la distribución de la especie a niveles de gran detalle y pueden estar disponibles en formato electrónico para la incorporación a sistemas de información geográfica (GIS) – ver por ejemplo http://www.programanthos.org para España. Empleando datos de suelo y climáticos, GIS puede ser utilizado para extrapolar el rango de distribución de una especie a aquellos emplazamientos donde podría ser encontrada (ver por ejemplo Moat & Smith, 2003).

2.4 Logística previa a la salida de recolección
Si es posible, se debe realizar una visita previa al lugar (o contactar con el socio local) para localizar y determinar la extensión de la población, confirmar sus identidades durante la época de floración y estimar la fecha aproximada para la recolección de semillas. Podría ser también la oportunidad para la recolectar una muestra en flor para el herbario o para marcar los individuos que deben ser muestreados en la época de recolección. Esto es particularmente importante para especies raras, plantas que no son fácilmente perceptibles en el campo durante el periodo de fructificación o plantas que pueden ser confundidas con otras especies en el estado de fructificación. En cualquier caso, siempre es de gran utilidad un adecuado marcado de los individuos de acuerdo con su biotipo y complementado con datos mediante empleo de un sistema de posicionamiento geográfico (GPS) y un esquema del lugar.
Si no es posible realizar un primer viaje de reconocimiento, podemos estimar el tiempo de fructificación a partir de las referencias a datos de herbario (leer arriba) o contactando con los botánicos locales. En el futuro, las imágenes de satélite de la vegetación pueden proporcionarnos información útil para el estudio del estatus de la vegetación (por ejemplo, vegetación de zonas secas) y ayudar a establecer los períodos de recolección de semillas.

El estudio de mapas del área y el desarrollo de una programación aproximada para preparar la salida de recolección es necesario. Si es posible, es aconsejable planear el viaje trazando la parcelas donde hemos localizado las especies mediante herramientas GIS (ver sección 2.3) señalando las poblaciones destinadas a ser recolectadas (ver secciónes 3.1 y 3.2) combinado con posibles rutas y, especialmente en regiones aisladas, zonas de hospedaje y estaciones de servicio. En internet es posible obtener datos climáticos detallados e informes ambientales para la mayoría de lugares en Europa, datos particularmente importantes cuando se recolecta en áreas montañosas. Se deben establecer posibles planes de contingencia en caso de una emergencia y llevar anotados los números de teléfono de los servicios de ayuda adecuados. En aquellos lugares donde la cobertura de la señal de teléfono está limitada, el empleo de comunicación por radio puede ser necesario. No recolectar solos en un área aislada. Los guías locales pueden ser de una ayuda inestimable para evitar problemas. Antes de iniciar una expedición de recolección, es conveniente dejar el itinerario a alguna persona que pueda tomar las decisiones apropiadas si se pierden los contactos establecidos.
Un listado del posible equipamiento se incluye en el Anexo 4.

Figura 2 Uso de GPS y mapas en la planificación de la recolección. (© Univ. de Pavia)
3 MUESTREO Nota – todos los comentarios sobre muestreo se han reunido en esta sección. Sin embargo, habitualmente, las decisiones sobre el número de poblaciones a muestrear (sección 3.1) y la selección de las localidades se deben concretar durante la planificación (sección 2).
3.1 Número de poblaciones a recolectar
En un mundo ideal sin límite de recursos, sería aconsejable recolectar cada población en todo su rango de distribución, para asegurarse que se está muestreando toda la variabilidad genética de un taxon. En la práctica real, esto no será posible, excepto para las especies más restringidas donde se conocen todas las poblaciones. Por tanto, la decisión sobre cuántas poblaciones se deben recolectar dependerá de los recursos disponibles, las especies prioritarias y las necesidades del programa de recolección. Es útil conocer, detalles como los sistemas de fecundación, especialización ecológica o la distribución detallada, ya que nos pueden orientar sobre el flujo genético entre poblaciones, y con ello, sobre el número de poblaciones que deben ser muestreadas. Por ejemplo, las plantas perennes con polinización mediante el viento suelen tener una elevada diversidad genética dentro de las poblaciones. Consecuentemente, debemos muestrear un menor número de poblaciones que en el caso de especies anuales donde existe una elevada proporción de diversidad genética entre poblaciones (ver Hamrick et al., 1991).
De manera similar, las especies con una distribución muy fragmentada, encaminadas a un aislamiento poblacional, posiblemente mostrarán una mayor diferenciación entre poblaciones, por lo que será conveniente recoger un mayor número de ellas.
Cuando los recolectores disponen de una información completa (sección 2.3), pueden tomar decisiones más adecuadas en el momento del muestreo. Sin embargo, con frecuencia los recolectores deben actuar inmediatamente ante una rápida pérdida de poblaciones, teniendo unos recursos y conocimientos relativamente escasos. En estos casos, y en ausencia de un criterio mejor, un punto de partida aceptable es recolectar cinco poblaciones dispersas en el rango geográfico del taxon (ver Falk & Holsinger, 1991) La totalidad de datos analizados para cuatro taxones raros (Neel & Cummings, 2003) mostró que cinco poblaciones podrían aportar una media entre el 67-83% de todos los alelos. Por tanto, excepto en el caso de especies con poblaciones muy reducidas, establecer como objetivo sólo cinco poblaciones no nos dará una cobertura completa. Guerrant et al. (2004) recomienda alcanzar las 50 poblaciones para llegar a obtener una cobertura completa, mientras reconoce que esto puede necesitar prolongar la recolección durante un largo periodo de tiempo. En algunos casos, las diferencias ecológicas (altitud, tipo de roca, etc) pueden considerarse. Ver sección 3.2 como un factor discriminante en la selección de las poblaciones. Obviamente, cuantas menos poblaciones se recolecten, menor diversidad genética será capturada. La selección de poblaciones a recolectar seguirá criterios económicos (distancia desde la base y tiempo de recolección), así como geográficos.

Al llegar a la localidad de recolección, es importante en primer lugar realizar una inspección rápida de la extensión y distribución de la especie en el lugar. La cuestión surgirá al intentar decidir dónde empieza y acaba una población. Los recolectores deben mantener las muestras poblacionales perfectamente separadas. Al mezclar muestras de ubicaciones distintas, aunque próximas entre sí, se pierde la diversidad genética original. Elucidar este tema puede llevar mucho tiempo. Por tanto, los recolectores deben tomar una aproximación práctica y apoyarse en criterios de conocimiento de la especie y la genética subyacente de la población.

Esencialmente, no hay problema al recolectar dentro de una población hasta que se encuentra una barrera al intercambio genético (como las que conducen a un aislamiento genético). Entonces sería recomendable mantener las muestras de cada lado de esta barrera separadas. De manera ocasional, algún grano de polen o semilla puede viajar distancias extremas, pero donde esto ocurra los efectos genéticos sobre la población receptora se asume que están enmascarados por la producción local de polen y semillas. Pero el aislamiento raramente es absoluto y siempre existe una pequeña probabilidad de intercambio. La mayor parte de la dispersión se produce a nivel local. Por ejemplo, la mayoría de las semillas dispersan a menos de 100 m (Cain et al., 2000).

El polen arrastrado por el viento o transportado por animales puede viajar mayores distancias. Una recomendación práctica, especialmente cuando no existe suficiente información sobre la dispersión de las especies que se pretenden recolectar, así como, sobre su patrón de distribución histórico y actual de las mismas, situación bastante habitual, se recomienda establecer de manera arbitraria el límite de dos poblaciones adyacentes cuando hay una ausencia de individuos entre ellas de unos 10 km. Tal aproximación supone que diferencias en localidades biogeográficas con distancia de 10 km serán estadísticamente significativas para los usuarios de la información. Entre poblaciones suelen existir diferencias genéticas seleccionadas por variaciones ecológicas dentro del hábitat. Mantener esta variación ecotípica separada (muestreo estratificado – ver sección 3.3) puede ser importante para futuros programas de reintroducción. De manera similar, sería deseable mantener separado cualquier tipo de ploidía obvia.

Si existen dudas sobre la extensión de la población o variaciones ecotípicas, es mejor recolectar muchas muestras en vez de pocas, ya que pueden ser incrementadas a medida que el recolector adquiere mayor conocimiento sobre las especies. Sin embargo, un mayor número de muestras pequeñas incrementa el trabajo de procesado posterior.
Finalmente hay dos puntos adicionales a tener en cuenta. Primero es importante comprobar que la población es natural y no resultado de plantaciones o de una hibridación evidente. Segundo los recolectores deben recordar que registrar todos los datos sobre las poblaciones será útil para futuras consideraciones en su conservación (ver sección 5.1).

Figura 3 Las poblaciones en la naturaleza raramente son tan uniformes como este campo de Papaver rhoeas en el Reino Unido. Una recolección sistemática a lo largo de un transecto sería adecuada. Esta situación contrasta con la espuesta en la Figura 11. (© RBG Kew)
3.2 Selección de poblaciones (localidades de recolección)
El mayor desafío cuando se planifica una salida de recolección es seleccionar las poblaciones que deben ser muestreadas para maximizar la diversidad genética (Neel & Cummings, 2003; Groves, 2003). La diversidad genética de una población depende de factores inherentes tales como el sistema de reproducción y el tamaño; también está condicionado por factores abióticos y bióticos del ambiente. Las diferencias en las condiciones ambientales en distintas localidades geográficas imponen probablemente diferentes presiones de selección en las poblaciones de los táxones de interés, y por tanto promueven diferenciación genética entre ellas. Por tanto, dividiendo el territorio a considerar en sectores usando los datos ecogeográficos disponibles, y asumiendo que las poblaciones más distantes y ambientalmente más diversas son las que tienen mayor diversidad genética, es posible obtener un conjunto de sectores, a partir de los cuales podemos considerar que las poblaciones que concurren dentro del mismo sector tendrán rasgos adaptativos similares. Finalmente, otro criterio como el grado de amenaza, puede ser superpuesto a esta información. Maxted et al. (1995) describen el uso de listados eco-geográficos en la selección de localidades de recolección mientras que el empleo de una zonación genecológica es destacada por Dulloo et al. (2008). Información más amplia puede ser encontrada en Bacchetta et al. (2008).

El efecto del ambiente sobre las especies vegetales es un factor que actualmente debería ser considerado en las estrategias de recolección usando Sistemas de Información Geográfica, GIS (Draper et al., 2003; Draper et al., 2004). GIS es también una herramienta importante para determinar características ambientales de la proveniencia de las muestras mejorando el éxito cuando el material vaya a ser usado. El principal beneficio es el incremento en la eficiencia de las recolecciones, reducción del coste de las expediciones de recolección, y el incremento de la diversidad genética de las especies muestreadas.

Figura 4 La organización del equipo recolector es primordial para asegurar un muestreo adecuado de cada población. (© National BG of Belgium & Institute of Botany, Bulgaria)

3.3 Número mínimo de plantas que deben ser muestreadas Como norma general, los recolectores deberían tener como objetivo muestrear de tantos individuos como sea posible, sin dañar a la población. Muestrear al azar sobre un área tan grande como sea posible. Si hay una variación apreciable en el hábitat, elegir un método de muestreo estratificado de manera que las semillas provenientes de cada tipo ecológico se mantengan separadas (secciones 3.1 y 3.5).
En la literatura existen numerosas indicaciones sobre la recolección de material genético en plantas. Gran parte es derivado del trabajo de Marshall & Brown (1975) sobre especies cultivadas, quienes recomiendan la adquisición de al menos una réplica del 95% de los alelos que existen en la población deseada con una frecuencia mayor del 5%. Para lograr esto, se estima que el número mínimo de individuos elegidos al azar debería ser 30 en especies alegamas o 59 en especies autógamas. Debido a que podemos desconocer el sistema de cruzamiento de la especie que vamos a recolectar, se recomienda el muestreo de 50 individuos por población como cifra de referencia general. El Centro para la Conservación Vegetal en USA, recomienda el muestreo entre 10-50 plantas por población (Falk & Holsinger, 1991). Sin embargo, la necesidad de capturar de copias de alelos específicos es más relevante cuando se pretenden establecer entrecruzamientos en cultivares, que en el contexto de material destinado a programas de la conservación del medio natural. Cuando el material se necesita para una reintroducción, probablemente la adaptación de las plantas introducidas será mayor si las frecuencias de los alelos en la muestra de semillas recolectadas, de la que partimos, son similares a las de la población original. Cuando se muestrea para representar las frecuencias de alelos en una población grande, Marshall & Brown (1983) sugieren muestrear 200 individuos y, en especies alogamas, al menos cinco semillas por planta. También es conveniente tener en consideración a Broadhurst et al. (2008) cuando se pretende realizar una restauración a gran escala.

Es necesario tener en cuenta las implicaciones del tamaño de la muestra y el sistema de cultivo (Anexo 5). Considerar el número de semillas que serán recolectadas y el límite sugerido de la proporción de la población recolectada (sección 3.4). Debemos considerar y comprobar la posibilidad de que una población de individuos sea, de hecho, un individuo conectado por rizomas o estolones. Si existen dudas, es coveniente anotar este detalle en las notas de campo de la ficha de recolección.

En resumen debemos intentar recolectar al menos 50 y preferiblemete 200 plantas, siempre adaptando esta recomendación en función de las circunstancias locales (considerando especialmente poblaciones muy pequeñas, si son anuales o perennes de larga vida, la accesibilidad, el tiempo y el uso eventual de la población). La recolección de semillas es el ‘arte de lo posible’. Con frecuencia, en la práctica no es posible obtener grandes muestras en el campo (ver recomendación en la sección 3.5 sobre conservar por separado las semillas de los individuos recolectados). En estos casos, simplemente debemos proyectar la conservación y futuro uso de la muestra siendo conscientes de la limitación genética de la misma.

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3.4 Número de semillas por individuo y cantidad total de semillas en la muestra El número de semillas recolectadas de cada planta tiene unas implicaciones genéticas en algunas circunstancias (sección 3.3) y también influye en la calidad total de las semillas en la muestra. La supervivencia de la mayoría de las poblaciones vegetales depende de la presencia de semillas disponibles en el/los siguiente/s año/s. Esto es más grave en especies anuales y tiene un menor grado de importancia en especies perennes de larga vida. Con el objetivo de minimizar los riesgos para la futura supervivencia de las poblaciones vegetales, y particularmente en el caso de especies amenazadas en pequeñas poblaciones, no debemos recolectar más del 20% del total de las semillas maduras disponibles en un mismo día de recolección (Way, 2003). También debemos evitar repetir la recolección de una especie de la misma localidad durante dos años consecutivos a menos que reduzcan la cantidad de semillas recogidas a un nivel inferior al 20% como límite anual. Guerrant et al. (2004) animan a pequeños niveles de muestreo repartidos a través de varias estaciones. Obviamente, esta regla no se aplica si las poblaciones van a ser destruidas (p.e., construcción).
Intentar recolectar suficientes semillas (Anexo 6) para mantener una colección sin una necesidad de multiplicación por semillas (con los problemas generados por la selección genética, costes y pérdidas). Como una guía general, intentar recolectar al menos 5000 semillas por accesión. En el caso de poblaciones muy pequeñas, pensar cuidadosamente sobre la conveniencia de la recolección. El Anexo 7 nos puede orientar en el cálculo del número de semillas recolectadas basándose en su volumen para las distintas especies. Cuando se conservan pequeñas cantidades de material amenazado, se recomienda minimizar la monitorización de la viabilidad.

3.5 Método de muestreo Siempre se recomienda muestrear tan aleatoriamente como sea posible, teniendo en cuenta que hacerlo totalmente al azar no es tan fácil. Por esto, en el caso de poblaciones grandes en un paisaje uniforme, un buen método de muestreo puede ser establecer un patrón sistemático de recogida a intervalos regulares a lo largo de transectos. Este patrón se puede establecer al caminar, por ejemplo, siguiendo tres pasos en una dirección dada, muestrear y después repetir el ejercicio; en un equipo numeroso cada miembro puede caminar en transectos diferentes. Cualquiera que sea el método usado, debemos evitar tendencias en el muestreo, como la selección de individuos en base a su aspecto.

Hay que asegurarse que se contribuye con semillas de tantos genotipos maternos como sea posible. Así mismo debemos evitar la tentación de concentrar la recolección sobre los individuos que produzcan mayor cantidad de semillas, ya que afectará la representatividad genética de la muestra.
En aquellos lugares donde el número de plantas muestreadas sea menor de 20, se deben mantener las semillas de las diferentes plantas por separado. Esto maximizará la contribución de los genotipos maternos en el momento de la regeneración de la muestra. Sin embargo, se debe tener en cuenta que habrá un incremento en la carga de trabajo para su conservación al tener numerosas sub-muestras de una recolección.
11 Se da especial énfasis a los aspectos espaciales del muestreo en la población. Sin embargo, estas consideraciones podemos aplicarlas también a la hora de recolectar sobre una planta. Pueden existir diferencias significativas tanto de madurez, como genéticas, entre semillas de diferentes partes de la inflorescencia. Por ejemplo, en Digitalis, las semillas de la base de la inflorescencia proceden de una floración y polinización más temprana que las que están en el ápice. En Apiaceae, los frutos internos maduran más tarde que los frutos externos. Por lo tanto es conveniente seleccionar o discriminar en la propia planta o inflorescencia, para recoger semillas con un grado de madurez adecuado (sección 4.2).

Los efectos temporales también pueden ser importantes. Por ejemplo un muestreo muy temprano o tardío en la época de fructificación afectará negativamente a la diversidad y a la frecuencia de alelos en los genotipos conservados en la muestra. Esto podría tener posteriores efectos en la adaptación de la muestra en programas de reintroducción. Si se muestrea la misma población varias veces en la misma época entonces la cantidad de semillas recolectada en cada ocasión debería estar limitada a un 20% de la producción anual total de semillas (sección 3.4). La variación entre las muestras recolectadas en una misma localidad pero en diferentes anualidades puede ser también relevante especialmente en el caso de especies anuales o de vida corta con elevada dinámica poblacional. Por ello, siempre es conveniente mantener las recolecciones consecutivas separadas para evitar que semillas frescas se mezclen con otras envejecidas; únicamente podemos mezclar este tipo de muestras en programas de regeneración. Sin embargo, es frecuente que el recolector no tenga la oportunidad de visitar una misma localidad repetidas veces. En este caso, únicamente debemos registrar el hecho para ser conscientes en acciones futuras llevadas a cabo con este material.

Figura 5 Maduración diferencial en Papaver alpinum. (© Univ. de Pavia)
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4 TÉCNICAS DE RECOLECCIÓN DE SEMILLAS\ 4.1 Comentarios generales
En primer lugar es útil comprobar la existencia de semillas vacías o inmaduras antes de recolectar, incluso si las semillas parecen exteriormente aceptables. Se recomienda retirar los restos del fruto, y presionar o cortar un pequeño número de semillas (sección 4.2). Algunas familias, como Fabaceae suelen presentar una elevada proporción de semillas dañadas por insectos, otras como Asteraceae y Poaceae presentan regularmente semillas vacías (Anexo 8). Al estimar esta perdida en el momento de la recolección podemos compensar con una recolección extra, si la población lo permite.

Para evitar mezclar especies en la recolección, se recomienda tener a mano un espécimen de referencia. Si más de una persona está recolectando, hay que asegurarse que todo el mundo tiene claro qué y dónde se debe muestrear (para asegurar una cobertura equitativa). Se recomienda utilizar bolsas de tela o de papel no satinado en la recolección de semillas. Se debe procurar que siempre estén bien etiquetadas. En cada caso de deben elegir las bolsas más adecuadas. Por ejemplo, en el caso de recolectar semillas muy pequeñas, con apariencia de polvo fino, se aconseja el empleo de una bolsa de papel en vez de una bolsa de tela, ya que su posterior limpieza la bolsa de tela puede ser imposible. De manera similar, la extracción de semillas de gramíneas con aristas largas de las bolsas de tela puede convertirse en un proceso que consuma gran cantidad de tiempo. Sin embargo, cuando se recolecta en localidades muy húmedas las bolsas de papel pueden desintegrarse rápidamente; hay que asegurarse que esto no ocurre.

Las bolsas de tela no se deben dejarse simplemente dobladas, hay que atarlas alrededor de la abertura.
Doblar y grapar las bolsas de papel, comprobar el sellado del fondo y los laterales para evitar posibles escapes. Realizar un doble empaquetado ayuda a evitar pérdidas, aunque puede ralentizar la desecación. Es recomendable llevar bolsas o sobres de diferentes tamaños: 7 x 4; 9 x 5; 12 x 9; 19 x 11; 35 x 17; y 50 x 30 cm. Los sobres grandes son útiles, no sólo por su tamaño cuando se recolectan semillas grandes, sino también cuando agrupamos varias colecciones de una misma localidad. Las bolsas y los sobres deben ser etiquetados tanto en el interior (utilizando etiquetas) como en su parte externa.
Si es posible, es conveniente comprobar la humedad relativa en equilibro de la muestra en el campo (ver Probert, 2003 y el Boletín de Información Tecnica del MSBP Nº 5 en http://www.kew.org/msbp/scitech/publications/05-eRH moisture measurement.pdf). Si es superior al 50% o el aire está muy cargado de humedad (prevaleciendo la humedad relativa en el momento de la medida >50%) entonces se aconseja el uso de un desecante (sección 6). Obviamente, el momento en el que se realiza la medición influye. La humedad relativa siempre aumenta durante la noche y disminuye a medida que sube la temperatura durante el día. Por tanto los recolectores deben tener esto en cuenta a la hora de interpretar las lecturas. Siempre conviene proteger las muestras recolectadas deben de la humedad nocturna (sección 6).

Figura 6 Medición de la humedad relativa en equilibrio de una muestra de semillas empleando un higrómetro. (© RBG Kew)

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Debemos evitar las bolsas de plástico (y otros contenedores herméticos) ya que pueden causar pérdida de viabilidad debido a fenómenos de transpiración y absorción de humedad (sobre todo durante la noche cuando hace más frío). Hay una excepción a esta norma para los frutos carnosos (sección 4.3c).

Algunas plantas o partes de plantas pueden ser tóxicas, hipersensibilizantes o irritantes. Hay que tomar precauciones y utilizar guantes adecuados.
Otra precaución recomendable es revisar semillas o frutos adheridos a la ropa y el calzado antes de dejar el lugar de recolección. Los recolectores pueden actuar inconscientemente como elemento dispersor de semillas entre poblaciones. Esto puede provocar un entrecruzamiento no deseado en especies endémicas de áreas muy restringidas.
De manera particular, cuando se recolectan especies raras en lugares con gran afluencia de excursionistas o visitantes, debemos intentar pasar tan desapercibidos como sea posible para evitar llamar la atención. De manera similar, intentar evitar pisotear o dejar marcas alrededor del lugar de recolección para no atraer la atención sobre las plantas raras.

\\4.2 Comprobación del estado de madurez de las semillas
Una guía útil para saber si las semillas están suficientemente maduras es ver cuán fácil pueden ser separadas de la planta. El color del fruto cambia y puede ser una señal de madurez. Por ejemplo, muchos frutos dispersados por pájaros cambian a un color (como el rojo) que destaca bien contra el verde del follaje.

Figura 7 Periodo de dispersión de Arnica montana. (© Univ. de Pavia)
Figura 8 Fruto de Viola dubyana en el momento de dispersión de las semillas. (© Univ. de Pavia)

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Debemos procurar no recolectar frutos y semillas muy inmaduros. Sin embargo, en ocasiones puede ser posible (o necesario) recolectar frutos ligeramente inmaduros (aún bastante verdes) y que maduren en el laboratorio. Para ello conviene mantener los frutos bajo condiciones de humedad elevada y luz hasta que maduren totalmente, y entonces las semillas pueden ser extraídas y desecadas.

Este protocolo es particularmente útil para especies con cápsulas que explotan proyectando sus semillas a largas distancias cuando están totalmente maduras. En el caso de dudar de la madurez, examinar unas pocas semillas (interna y externamente) usando una lupa de mano; las semillas blandas suelen indicar inmadurez. También debemos tener en cuenta que algunas especies (p.e., en Creta, Juniperus macrocarpa y ciertas Campanulaceae) retienen sus frutos en la planta, por lo que es posible encontrar frutos o semillas de temporadas anteriores.

4.3 Técnicas de recolección
La técnica de recolección más adecuada se debe seleccionar según la especie:
a. Especies con frutos dehiscentes (tales como silicuas, vainas de leguminosas o cápsulas). Debemos recolectar las semillas directamente dentro de bolsas de tela o de papel. También puede ser práctico utilizar un recipiente o bandeja, donde podemos realizar una prelimpieza, eliminando los restos de la planta más voluminosos antes de introducir las semillas en la bolsa.
b. Especies con infrutescencias ramificadas, como las panículas de muchas herbaceas. Simplemente debemos cortarlas enteras, usando tijeras de podar o tijeras convencionales, e introducirlas en las bolsas de recolección.
Las gramíneas que presentan largas aristas se deben recoger preferiblemnte en sobres de papel reforzado y no en bolsas de tela, donde normalmente quedan enganchadas en la trama del hilo.

Figure 10 Brachypodium phoenicoides collecting. (© Jardín Botánico de Lisboa)

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Figura 9 Cápsulas como las de Urginea maritima pueden vaciarse fácilmente en un recipiente de prelimpieza o bolsa de recolección. (© Jardín Botánico de Lisboa)

Este método es útil para diversas infrutescencias, por ejemplo para las cabezuelas de Asteraceae. En especies espinescentes (Onopordum) es recomendable utilizar bolsas duras. Las bolsas de plástico rígido deben ser empleadas únicamente para contener semillas de infrutescencias muy secas durante un corto espacio de tiempo (sección 6). Se puede intentar realizar la limpieza de algunas semillas en el campo, a menos que exista límite de espacio o que el trabajo de campo se extienda durante demasiados días, en cuyo caso es mejor esperar hasta que las muestras lleguen al laboratorio del banco.
c. Especies con frutos de gran tamaño. Se recomienda recolectarlos de manera individual. Debemos recordar que los frutos carnosos se recogen en bolsas de plástico, que deben permanecer abiertas para mantener la muestra suficientemente aireada. De esta forma evitamos la fermentación de los frutos carnosos frescos durante una salida de recolección larga. También podemos desecar los frutos al aire o extraer las semillas inmediatamente.
d. Especies de altura considerable (arboreas). De manera habitual se procede a la recolección de sus semillas agitando o golpeando los frutos, de manera que las semillas caigan sobre lonas o piezas de tela extendidas bajo sus ramas. Se recomienda la consulta de Schmidt (2000) donde se recogen también donde se exponen otras técnicas de trepa. e. Este último método se puede adaptar para plantas más pequeñas con frutos dehiscentes extendiendo un trozo grande de papel (p.e. tamaño A3) bajo la planta. Tras lo cual se golpea cuidadosamente para que las semillas caigan sobre el papel. Desde aquí se recogen directamente en las bolsas.

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Figura 11 Recolección de semillas de Campanula merxmuelleri usando Tijeras teléscopicas en la isla de Skyros en el mar Egeo. (© Univ. de Atenas)

f. Especies con frutos que permanecen en el suelo. En este caso debemos tomar precauciones porque las semillas pueden ser viejas (y estar seriamente deterioradas). Además las semillas o frutos que encotramos debajo de un individuo pueden realmente proceder de otro, lo cual tiene implicaciones en el muestreo; o las semillas pueden proceder de especies similares que no son objetivo de la recolección. Si finalmente la única opción es recolectar los frutos del suelo, esto debe quedar recogido en la ficha de recolección para advertir al personal del banco de semillas de la escasa germinación potencial de la muestra.
g. Algunos miembros de ENSCONET han observado que las especies casmófitas de pequeño tamaño a menudo retienen semillas de otras plantas sobre las vainas foliares y rosetas, actuando por tanto como ‘bancos de semillas aéreos’. Si procedemos a recolectar estas semillas debemos tener especial cuidado de comprobar que provienen de las especies que son objetivo de recolección.
h. En el caso de orquídeas debemos evitar tocar los frutos con las manos (o incluso guantes) y emplear cuchillas para cortar el pedicelo para dejar caer el fruto directamente en la bolsa. Hay que extremar las precauciones durante el manipulado subsiguiente porque las semillas son diminutas.
i. En el caso de infrutescencias que maduran de forma escalonada o en frutos explosivos, algunos miembros de ENSCONET han encontrado útil sujetar pequeñas bolsas de tela sobre la inflorescencia o sobre el fruto, y volver a recolectarlas bolsas aproximadamente un mes más tarde cuando la maduración se ha completado. De manera alternativa, se pueden preparar otras estrategias para recolectar todas las semillas en su plena madurez. En la sección 4.2 se recogen otras sugerencias sobre maduración de frutos. En el caso de plantas acuáticas, como Nymphaea, los frutos se hunden durante el proceso de maduración, y son difíciles de localizar en el fondo de las lagunas. Para solucionar este problema se pueden envolver los frutos todavía verdes con una malla bien sujeta a la planta madre. De esta forma podemos recuperar fácilmente los frutos en el momento adecuado de recolección.
j. En algunas circunstancias en los que las plantas no tienen semillas en el momento que visitamos la población para su recolección, se pueden recoger esquejes o recolectar plantas enteras para su cultivo en condiciones controladas en el jardín botánico hasta que produzcan semillas que serán convenientemente recolectadas (Chorlton et al., 2003). Obviamente esto sólo es recomedable donde el gestor del territorio ha dado permiso y donde no hay posibilidad que amenace la supervivencia futura de la población. Debería puntualizarse que la recolección de plantas (con suelo) en lugar de semillas puede tener repercusiones en temas fitosanitarios.

Figura 12 Recolección de semillas de Iberis procumbens sobre un pliego de papel blanco.(© Jardín Botánico de Lisboa)

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5 IDENTIFICACIÓN DE LA PLANTA Y DOCUMENTACION 5.1 Ficha de recolección En toda recolección es necesario recoger una ficha con información completa de cada accesión porque las semillas sin documentación son prácticamente inútiles. Además de incluir los datos sobre el origen y el tipo de muestreo realizado en cada accesión (Anexo 1 - los campos obligatorios están sombreados en gris; ver también el ENSCONET Data schema), es importante recordar que información sobre el número de plantas encontrados en la localidad es importante para posibilitar la monitorización a largo plazo. Otros datos sobre usos locales y amenazas obvias también deberían ser registrados.

Es particularmente importante que los datos almacenados sean tan objetivos como sea posible y que sean fácilmente comprensibles para las futuras generaciones. Normalmente los recolectores rellenan las fichas de papel en el campo. Con el tiempo, es probable que la mayoría de la información se registre utilizando ordenadores portátiles o notebooks. Esto reduce la manipulación de los datos pero debemos tener en cuenta que, siempre que sea posible, los datos se registren directamente en el campo para evitar omisiones.

5.2 Registro de la localidad Es importante registrar la localidad de recolección. Para ello podemos usar un mapa o un Sistema de Posicionamiento Geográfico (GPS). En cualquier caso siempre debemos registrar de proyección y datum deben ser registrados, por ejemplo UTM WGS84. Es mejor usar la proyección y el datum utilizado habitualmente en tu país o instituto. El “European Petroleum Survey Group” (EPSG) dispone de un conjunto de parámetros para coordinar los sistemas de referencia. Los códigos EPSG usados comúnmente para proyecciones y datums están listados en la sección “Códigos aplicados en la ficha de recolección”.

Se debe recordar que los receptores GPS no pueden utilizarse bajo densas cubiertas forestales o en el fondo de valles profundos. En estas circunstancias debemos utilizar mapas de pequeña escala que nos ofrecen detalles de localización precisos para situar las coordenadas de situación de la población. De manera alternativa es posible determinar la latitud, longitud y altitud del lugar de recolección usando Google Earth (http://earth.google.com/download-earth.html) o Google Maps (http://maps.google.com).
5.3 Identificación del especimen/verificación
En Europa, Siempre es útil semplear una taxonomía común para la recolección de semillas de especies silvestres de un territorio. Siempre que sea posible utilizaremos Flora Europaea (ahora disponible en formato electrónico a través de http://rbg-web2.rbge.org.uk/FE/fe.html) Sin embargo, se recomienda utilizar floras y monografías de ambito nacional, regional o local, especialmente si la taxonomía ha sido revisada recientemente y está más actualizada que Flora Europaea.

Figura 13 Medida de la pendiente del terreno. (© Univ. de Pavia)
Figura 14 Comprobación de identificación en el campo. (© Museo de Trento)

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La recolección de pliegos de herbario antes o durante la recolección permite la verificación de la identificación realizada por el recolector (o identificadores subsiguientes) y establece una referencia objetiva que permitirá verificaciones futuras. La información puede ser aun más detallada si el pliego se acompaña de imágenes de alta calidad de la planta en el campo. Estas muestras deberían representar la mayoría de los caracteres de identificación de la planta y ser típicas de las plantas de las cuales se han recolectado las semillas. Los detalles de la muestra recolectada para el herbario están descritos por Bridson & Forman (1998). Si es posible es conveniente recolectar más de una muestra para permitir la duplicación con otros herbarios. La situación ideal supone recolectar estas muestras de plantas separadas y etiquetarlas como tal, suministrando por tanto información a los científicos en el futuro sobre variación dentro de la población. En el caso de plantas parásitas, es importante recolectar de manera adicional un pliego de herbario de la especie huéspe, así como semillas del mismo.

Una premisa fundamental es evitar un daño innecesario a las poblaciones, especialmente aquellas que están amenazadas. Puede ser difícil obtener especímenes completos. Bajo estas circunstancias, simplemente recolectar una parte de la planta, o usar el resto de la muestra de la que se han extraído las semillas (frecuentemente el caso de terófitos) asegurándose que el material presenta suficientes caracteres distintivos para la identificación. Como último recurso, anotar el número de referencia de un pliego tomado previamente de la misma población y ya almacenada en el herbario. Puede ser muy útil en estos casos acompañar este número con fotos de campo, de suficiente calidad y detalle, las cuales puedan ser empleadas para identificar la accesión.

Las muestras de herbario vinculadas con las accesiones de semillas conservadas deben ser cuidadosamente verificadas, y se debe registrar la identidad del verificador y su institución tanto en el propio pliego, como en la base de datos del banco de semillas.

En el caso de especies naturalizadas, o poblaciones reintroducidas en la localidad de recolección, se debe anotar este hecho en el apartado “notas de campo” de la ficha de recolección.

5.4 Muestras de suelo Puede ser útil recolectar una muestra de suelo cerca de la base de la planta en aquellos casos de especies que tengan relaciones simbióticas con microorganismos del suelo (p.e, orquídeas, leguminosas y algunos árboles). Esto permitirá reestablecer la relación simbiótica cuando crezcan las semillas. Normalmente puede resultar ventajoso pero no es esencial. Por supuesto, es importante etiquetar las muestras de suelo con el número identificador de la accesión de semillas.
Hay dos apartados a considerar cuando se toman muestras de suelo. En primer lugar, el movimiento de muestras de suelo se controla estrictamente por la normativa de legislación fitosanitaria. Es esencial contactar con la autoridad fitosanitaria competente para comprobar que esta acción no está sujeta a controles. En segundo lugar, si la muestra de suelo se va a conservar durante largo tiempo, entonces será necesario buscar la orientación de microbiólogos o bancos de muestras ambientales.

Figura 15 Equipo básico para la preparación de muestras de herbario. (© RBG Kew)

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6 TRATAMIENTO DE LAS MUESTRAS TRAS LA RECOLECCION El control sobre el tratamiento de las muestras recolectadas antes y después de ser procesadas para su almacenamiento a largo plazo es absolutamente esencial. Si las semillas son tratadas de manera inadecuada es probable que se produzca una pérdida significativa de viabilidad.
Estas consideraciones pueden marcar la diferencia entre poder prolongar la vida de las semillas sólo durante una década o poderlas conservar durante un siglo.
Las muestras recolectadas pueden someterse a una limpieza previa en el campo para evaluar su calidad y prepararlas para su transporte. Sin embargo, la limpieza se realiza mayoritariamente al llegar al banco de semillas con la ayuda de equipamiento especializado.
Una técnica sencilla que nos facilita una primera limpieza es utilizar para la recolección una bandeja de plástico (fácil de transportar) donde los restos pueden ser eliminados (por ejemplo mediante un soplado abundante) y las semillas recogidas en una bolsa de papel o un sobre (sección 4.3a).

Es mejor transportar las semillas y no los frutos, excepto cuando no pueden ser separados con facilidad o el tiempo es limitado. Durante el transporte y hasta que se llegue al banco de semillas, las semillas no carnosas deben ser almacenadas en contenedores permeables que permitan secarlos al aire (sobres de papel o bolsas de tela dentro de una bolsa de tela de mayor tamaño; cajas de cartón o cestos de mimbre). Se debe evitar el uso de bolsas de plástico para contener las semillas. En el caso de frutos carnosos, puede ser posible eliminar la pulpa macerándolos abundantemente en agua y después secarlos al aire o usando gel de sílice. Si es necesario transportar frutos carnosos, ponerlos en bolsas de plástico abiertas o, si esto no es posible, cerradas dejando una cámara de aire en su interior.
Si el transporte de vuelta de las semillas va a durar varios días, es recomendable desecar lassemillas sobre gel de sílice, arroz seco o carbon vegetal dentro de bolsas de plástico selladas.
Esto es particularmente importante si la humedad relativa media (o la humedad relativa en equilibrio determinada mediante el uso de un higrómetro) es superor al 50% (sección 4.2).
Cuando usamos gel de sílice, es recomendable utilizar una proporción 3:1 (desecante: semillas). Las semillas deben estar próximas al desecante, y lo más esparcidas que sea posible, dejando que el aire pueda circular entre ellas. Todos los contenedores con semillas deberían ser emplazados dentro del vehículo lejos de la luz directa para evitar el exceso de temperatura. También debemos destacar que durante la noche la humedad puede elevarse dentro del vehículo si la temperatura cae de manera significativa. Bajo estas condiciones, las semillas secas captarían humedad y por tanto debemos tener precauciones, como mantenerlas con aire acondicionado en una habitación durante toda la noche si es posible. Si la recolección dura varios días pero siempre se regresa a una misma estación base, es conveniente dejar las muestras recolectadas en un ambiente fresco, como el aire acondicionado de la habitación de un hotel, en lugar de llevarlas con nosotros en el vehículo durante toda la expedición.

Figura 16 Bidón de silica gel donde se mantienen las bolsas o sobres en el campo para conservar secas las semillas. (© RBG Kew)

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Ficha de Recolección LOS CAMPOS EN GRIS SON OBLIGATORIOS **(Anexo 1 ) 23

Accesión ID Número de re-colección (mismo que el número de la bolsa)
Fecha de recolección AAAA MM DD Apellido del recolector Principal y Nombre (MAYUSCULAS) Institutión Otros recolectores Nombres e Instituciones Nombre del Taxon Nombre (s) vernaculo (s) (+ idioma) Pliego de herbario SI/No Número: Número de plantas maduras encontradas (marca una) 1……….. 2-5…….. 5-10…… 10-25…. 25-50…. 50-100.. 100- 1000….. 1000+… Número de plantas muestreadas (seleccionar una) 1……….. 2-5…….. 5-10…… 10-25…. 25-50…. 50-100.. 100- 1000….. 1000+… Estado fenológico (seleccionar uno) Muestra suelo SI/No Número: Más flores que frutos….……. Más frutos que flores….……. Sólo frutos……………………. Frutos ya dispersados……… Método Muestreo (selecciona uno) Al azar…………………. Regular………………… Transecto (linear)….. Núcleo de la población…………….. Márgen de la población…………….. Otro…………………….. Area de muestreo (m x m) Semillas/frutos recolectados del suelo? SI NO Parcialmente Fotos (Dar referencias) Pais Subdivisión primaria Subdivisión secundaria (subprovincia, Municipio…) Localidad Latitud Y Longitud X Unidades (elegir una) Grados………. Metros……….. Código EPSG (ver códigos) Altitud (m) Profundidad (acuáticas) (m) Precisión en altitud (m) Geocode suministrado por recolector? Método de obtención del Geocode (marcar uno) Método de obtención de altitud (marcar uno) Orientación (marcar una) Pendiente (marcar una) Textura del suelo (marcar una) pH del suelo (marcar una) Si No GPS DGPS Estimación Mapa Google Earth Altímetro DEM GPS Estimación Mapa N N-E E S-E S S-O O N-O Nivel 0-5% Ondulante 6-10% Rodante 11-20% Moderado 21-31% Empinado >30% Gravilla Arenosa Franco-arenosa Franca Franco-arcillosa Arcillosa Suelo turboso Sin suelo Acido Básico Neutro Código EUNIS del Habitat (ver códigos) Código de uso del suelo (ver códigos) Amenazas Notas del lugar (observaciones o información relevante) Especies asociadas (ESPECIFICAR 3-5 especies) Notas de recolección (e.g.: problemas encontrados, método de recolección, estimación del número de semillas, color de las flores, etc)

Anexo 2 Códigos aplicados en la ficha de recolección I. Códigos EPSG Los registros del EPSG (http://www.epsg-registry.org/) proveen de los codigos e información descriptiva relacionada con cada uno. El listado completo de los códigos EPSG puede localizarse realizando una busqueda dejando todos los campos vacios. Los códigos relativos a paises específicos pueden obtenerse realizando una busqueda por area en la base de datos. II. Códigos de habitat de EUNIS – para Europa Para leer una lista de descripciones visitar http://eunis.eea.europa.eu/habitats-code.jsp A: Hábitats marinos A1 Roca litoral y otros sustratos duros A2 Sedimentos litorales A3 Rocas infralitorales y otros sustrados duros A4 Rocas circalitorales y otros sustratos duros A5 Sedimentos sublitorales A6 Fondos marinos profundos A7 Columna de agua pelágica A8 Hábitats marinos asociados al hielo B: Hábitat costeros B1 Dunas costeras y hábitats sabulícolas B2 Hábitats costeros de guijarros B3 Acantilados, repisas y orillas, incluyendo el supralitoral C: Aguas superficiales interiores C1 Aguas superficiales estancadas C2 Aguas superficiales en movimiento C3 Zona litoral de acuiferos superficiales interiores D: Turberas altas, turberas bajas y áreas pantanosas D1 Turberas altas y de cobertura D2 Turberas bajas de fondo de valle, turberas oligotróficas y de transición D3 Turberas “aapa” o “en cordón”, turberas “palsa” de la tundra y turberas sobre suelos poligonales D4 Turberas ricas en bases D5 Juncales y carrizales, usualmente sin agua libre D6 Marismas y juncales interiores salobres o salinos E: Prados y herbazales dominados por herbaceas no graminoides, musgos o liquenes E1 Pastizales secos E2 Pastizales mésicos E3 Pastizales húmedos o estacionalmente húmedos E4 Pastizales alpinos y subalpinos E5 Orlas de bosques, clareos y megaforbios F: Brezales, matorrales y tundra F1 Tundra F2 Matorrales arcticos, alpinos and subalpinos F3 Matorrales templados y mediterráneos montanos F4 Brezales templados F5 Maquias, matorrales arborescentes y arbustos termomediterráneos F6 Garriga F7 Brezales espinosos mediterráneos (frigana, brezos pulvinulares y vegetación relacionada de acantilados costeros) F8 Hábitats xerofíticos termoatlánticos F9 Matorrales ribereños y de zonas pantanosas FA Setos FB Plantación de arbustos G: Hábitats de bosques decíduos, planifolios y otros G1 Bosques decíduos de planifolios G2 Bosques de planifolios perennes G3 Bosques de coníferas G4 Bosques mixtos de caducifolios y coníferas G5 Árboles alineados, pequeños bosques antropogénicos, bosques recientemente talados, bosques en estadios tempranos y bosques de rebrote H: Hábitats interiores sin vegetación o con vegetación escasa H1 Cuevas terrestres subterráneas, sistemas de cuevas, galerias y acumulaciones significativas de agua H2 Canchales H3 Acantilados interiores, pavimentos y afloramientos rocosos H4 Hábitats dominados por nieve o hielo H5 Hábitats de interior heterogéneos con vegetación muy escasa o sin vegetación H6 Episodios volcánicos recientes 24 E6 Estepas salinas interiores E7 Pastizales escasamente arbolados J: Areas construidas, industriales y otros hábitats artificiales J1 Construcciones de ciudades, pueblos y aldeas J2 Construcciones dispersas J3 Localidades de extracción industrial J4 Redes de transporte y terrenos relacionados J5 Construcciones relacionadas con el agua, hechas por el hombre y altamente artificiales, y sus estructuras asociadas J6 Vertederos X: Habitats complejos B. CODIGOS DE USO DEL SUELO L1: Agricultura L1.1 Pasto L1.2 Barbecho L1.3 Cultivar L1.4 Pradera L1.5 Selva L1.6 Bosque L1.7 Cercado protegido L2: Comercial L2.1 Secado L2.2 Vertedero L2.3 Aquicultura L2.4 Canteras / Mineria L2.5 Industrial L2.6 Obtención de turba 25 I: Hábitats, regular o recientemente, cultivados, con fines agrícolas, hortícolas o domésticos I1 Tierra de cultivo de pequeña y gran escala I2 Areas cultivadas de jardines y parques L4: Tiempo libre L4.1 Senderismo L4.2 Pesca L4.3 Caza L4.4 Golf L4.5 Deportes extremos L4.6 Acampada L4.7 Paseo a caballo L4.8 Ciclismo L3: Pastoreo L3.1 Ligero L3.2 Moderado L3.3 Severo Anexo 3 Ejemplos de distancia temporal entre la época de floración y la fructificación en algunas especies europeas Especies Media del mes de floración (1 = Enero) Media del mes de fructificación (1 = Enero) Distancia en meses

28 Listado del equipamiento de campo (Anexo 3) Documentos generales: Permisos y autorizaciones, así mismo la documentación del personal y del vehículo necesaria completa. Ropa: Es conveniente llevar calzado adecuado para el terreno, chubasquero y un sombrero o gorra. Así mismo son muy útiles los mitones en lugares fríos. Posicionamiento: Mapas Sistema de Posicionamiento geográfico (GPS) y baterías Brújula Altímetro Seguridad: Teléfono móvil y cargador, radio Agua – en países calurosos en una bolsa refrigerada portátil Kit de primeros auxilios Protector solar Repelente de insectos Botellas de agua / termo (para localidades frías) Un juego de repuesto de las llaves del vehículo Identificación de habitat y especies: Lista de las especies a recolectar Guías de flora y del territorio Lentes de aumento (10x, 20x)\
Documento EUNIS para la clasificación de Hábitat (Anexo 2) Figura 17 Equipamiento básico para recolección. (© RBG Kew) 29

Equipamiento para la recolección de semillas/muestras de herbario:
Mochila
Formularios de recolección
Cámara y baterías (película si es necesario)
Prismáticos
Bolsas de papel y de plástico de diferentes tamaños; de diferentes tamaños o bolsas de plástico (ver la sección 4.1)
Etiquetas
Grapadora
Palangana / tamices / bandeja (metálica para reducer problemas estáticos) para facilitar la observación/ limpieza primaria de las semillas en el campo
Trozo grande de papel blanco
Pinzas y agujas enmangadas
Tijeras y tijeras de podar (con mango largo, por ejempo, para recolectar casmófitos)
Guantes de cuero o trabajo
Tablilla porta papeles, bloc de campo, grabador de voz o agenda portátil (PDA)
Lápices y marcadores permanentes
Navaja de bolsillo
Pala y contenedores para muestras de suelo
Cinta métrica
Silica gel (para desecar semillas y también útil para recolectar muestras y extraer el DNA) Bolsas grandes de plástico para almacenar muestras de herbario durante unas horas
Carpeta grande para prensar las muestras de herbario
Prensa portátil
Periódicos para desecar muestras de herbario (sólo en expediciones de más de dos días)
Otros: Coche (4×4, con suficiente capacidad de almacenamientos y piezas de repuesto)
Gafas de sol
Flash

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Resumen de recomendaciones para el muestreo: (Anexo 5)
Recolección Especies alógamas Autogamas/apomícticas
Número de poblaciones (Bajo Elevado)
Número de individuos (Elevado Bajo) Número de frutos/semillas por individuo: (Elevado Bajo)

Anexo 6 Calculo del número de semillas que deben ser recolectadas para una accesión
Extrapolado a partir de Way (2003) Recolección de semillas 5000 Muestra base de semillas viables suficiente para mantener la diversidad (asumiendo un comportamiento alógamo y manteniendo la frecuencia de alelos de la población muestreada) 1000
Perdida de semillas potencial durante el almacenamiento (asumimos una viabilidad inicial del 100% y un 75% de regeneración estándar) 1250
Semillas para duplicaciones (asumimos un mínimo de 3 intentos en la regeneración usando 200 semillas)\\600
Monitorización (asumimos una medición de humedad no destructiva y 2×50 semillas para un test de germinación inicial, y después tests basados en 50 semillas cada 10 años hasta llegar a los 100 años)\\550
Semillas para distribución a usuarios 1600


34 Editores principales: Royal Botanic Gardens, Kew (Reino Unido) & Universidad Politécnica de Madrid (España) Edición 1: 17 Marzo 2009*



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